Les échantillons de tissus destinés à l'évaluation histologique sont en général fixés dans du formol. Néanmoins, cette procédure altérant les déterminants antigéniques de nombreuses structures cellulaires, on préfère les sections préparées au cryostat à partir d'échantillons congelés rapidement pour l'immunohistologie. Ces sections sont d'abord incubées pendant 20 à 30 minutes à 4 °C avec des anticorps, majoritairement des anticorps monoclonaux murins, spécifiques de l'antigène choisi ; après des étapes de lavage, l'incubation avec un anticorps secondaire contre les Ig de souris a lieu. On se sert fréquemment d'anticorps secondaires biotinylés, c'est-à-dire couplés à la biotine. La biotine possède une affinité extrêmement élevée pour la protéine streptavidine ; cette dernière est ajoutée sous forme d'un complexe associé à l'enzyme peroxydase, marquant ainsi l'antigène cible par cette enzyme. Après l'ajout d'un substrat chromogène tel que la diaminobenzidine (DAB) ou l'amino-éthylcarbazole (AEC), une reaction colorante est déclenchée qui reflète précisément la distribution de l'antigène dans le tissu.
La méthode APAAP est également très répandue : après fixation de l'anticorps primaire à l'antigène, on ajoute d'abord un anticorps antiIg de souris (« anticorps de pont»), puis un complexe formé par l'enzyme phosphatase alcaline (PA) et un anticorps monoclonal de souris contre la phosphatase alcaline (anti-PA). Par l'intermédiaire des anticorps «de pont» et primaire, ce complexe se lie à l'antigène cible ; la réaction enzymatique avec le substrat chromogène provoque enfin une précipitation colorée dépendant de l'antigène dans le tissu. La sensibilité de détection peut être accrue par une répétition de la reaction de «pont». Deux illustrations montrent des exemples de réactions immunochimiques : en 4., une cellule tumorale isolée est colorée par des anticorps spécifiques de cellules épithéliales dans un environnement de moelle osseuse négatif; en 5., des anticorps spécifiques de CD22 réagissent fortement avec les lymphocytes B du manteau folliculaire, faisant ainsi apparaître clairement la structure du centre germinatif.
Cette méthode permet la détection spécifique de molécules d'ADN ou d'ARN. Un traitement n certains réactifs chimiques, une température élevée ou un pH alcalin font dissocier les deux brins de l'ADN. On peut synthétiser ou obtenir des sondes spécifiques, c'est-à-dire des fragments d'ADN complémentaires à une séquence choisie, qui sont couplées à un fluorochronie. Les sondes marquées s'hybrident à l'ADN de l'échantillon, le fluorochrome rendant cette hybridation visible. On dispose également de sondes spécifiques d'ARN : il est possible de détecter l'ARN correspondant à certains produits cellulaires tels que les cytokines au niveau d'une cellule individuelle. Outre les molécules fluorescéine et biotine, on utilise d'autres complexes immuns comme marqueurs (par exemple digoxigénine-anti-digoxigénine).
Pendant l'interphase d'une cellule normale, on peut visualiser le gène ETO sur le chromosome 8 et le gène AML-1 sur le chromosome 21 à l'aide de sondes d'ADN marquées respectivement à la FITC ou à la PE. La sonde utilisée pour détecter le gène AML-1 est complémentaire d'un long segment d'ADN. Dans certains cas de leucémies aiguës lymphoblastiques, on observe une translocation d'un fragment du chromosome 21 sur le chromosome 8 et vice versa. Cet événement place une partie du gène AML-1 détecté par la sonde marquée à la FITC à proximité du gène ETO marqué à la PB. La fusion des deux gènes devient alors visible par des signaux rouges et verts avoisinants.